FÓRMULA LEUCOCITARIA Práctica XXVIII del Libro 01-12-2014

FÓRMULA LEUCOCITARIA 

METÓDICA

Fundamento

La fórmula leucocitaria o recuento diferencial leucocitario (RDL) consite en la determinación del porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.

Material necesario

• Microscopio.
• Papel y lápiz o un registrador automático de células. Este último consiste en un aparato que tiene unas teclas. Cada tecla representa a un tipo de leucocito y hace una anotación cada vez que es presionada. Cuando el número de anotaciones llega a 100, suena una alarma.

Reactivos

• Aceite de inmersión

Muestra

• Una extensión de sangre con un colorante de uso habitual. (Panóptico rápido).

Técnica

1. Preparar el microscopio para que tenga el condensador alto y el diafragma abierto.
2. Enfocar la preparación con el objetivo de 10 x.
3. Comprobar que la preparación es buena y elegir una zona en la que los hematíes no estén superpuestos y los leucocitos se encuentran uniformemente distribuidos.
4. Enfocar esa zona de la preparación con el objetivo de inmersión.
5. Observar esa zona de la preparación mientras se describe un recorrido en forma de almenas o de greca.

Simultáneamente a esto, se clasifican y se cuentan los leucocitos que se van encontrando a lo largo de ese recorrido.

Lectura de resultados

.- Neutrófilos segmentados                   59

.- Neutrófilos en Cayado                         3

.- Eosinófilos                                           6

.- Basófilos                                              2

.- Monocitos                                            8

.- Linfocitos                                           22

                                                             ¬¬¬

                                                             100   total de leucocitos contados

Hoja de trabajo

1º.  ¿Con qué objetivo se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria?

La fórmula leucocitaria o recuento diferencial leucocitario (RDL) consite en la determinación del porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.

2º. ¿Cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria?

Un recorrido en forma de almenas o de greca.

3º. Cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos?

Cuando se encuentra un mayor número de linfocitos que de neutrófilos (en el adulto) o más de un 10% de eosinofilos, más de un 12% de monocitos.

4º. Si de 100 leucocitos observados, 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7000 leucocitos/mm3 de sangre, ¿Cuál es el número de linfocitos que hay en 1 mm3 de sangre?

nº TL= WBC x  % TL/ 100      

nº TL= 7000  x  20 / 100 = 1400 linfocitos en 1 mm3. 

5º. ¿Cómo se llama el aumento de los monocitos?

Monocitosis.

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ Práctica XXI del libro

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ

METÓDICA

Fundamento

Los precipitados intraerotricitarios de Hb desnaturalizada se tiñen con el cristal violeta y adquieren el aspecto de pequeñas granulaciones que reciben el nombre de cuerpos de Heinz.

Material necesario:

• Un tubo de ensayo.
• 2 pipetas graduadas (por ejemplo de 1 cc).
• Una pipeta Pasteur.
• Un baño de agua.
• 2 portaobjetos.
• Un microscopio.

Reactivos

• Colorante consistente en una solución de cristal violeta que puede prepararse de la siguiente forma:

1. Mezclar 20 g de cristal violeta con 80 cc de suero fisiológico y 20 cc de agua destilada.
2. Agitar la mezcla durante 5 minutos, para asegurar la disolución de sus componentes.
3. Filtrar la disolución.
4. Añadir al líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada.
5. Conservar la solución colorante a temperatura ambiente, durante un tiempo indefinido.

• Líquido de inmersión.

Muestra

• Sangre total.

Técnica

1. Mezclar en un tubo de ensayo, volúmenes iguales de la solución de cristal violeta y de la sangre problema ( por ejemplo 1 ml de colorante y 1 ml de muestra).
2. Incubar la mezcla, a 37 ºC, durante 5 minutos.
3. Hacer una extensión fina de la mezcla.
4. Dejar secar la extensión.
5. Observar la extensión con el microscopio, utilizando para ello el objetivo de inmersión.

Lectura de resultados 

Los cuerpos de Heinz, una vez teñidos, se observan como pequeñas granulaciones de color púrpura que se localizan en la periferia de los hematíes.

HOJA DE TRABAJO

1º.  ¿Cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?.

Colorante cristal violeta.

2º.  ¿De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?.

De colorr púrpura.

3º.  ¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?.

En el interior de los eritrocitos, también pueden aparecer cuerpos de Heinz intraeritocitarios en el déficit congénito de glucosa-6-fosfato deshidrogenasa.

CONTAJE DE RETICULOCITOS Práctica XVI del libro Fecha 27-11-2014

CONTAJE DE RETICULOCITOS

INTRODUCCIÓN

Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas), Mitocondrias y otros órganos celulares.

Tienen un tamaño de 8 o 9 micrómetros de diámetro. Permanecen en médula ósea unos 2 0 4 días y después salen a sangre periférica, donde terminan el proceso de maduración en unas 24 horas.

Su cantidad en sangre periférica es un reflejo de la actividad eritropoyética medular.

METÓDICA

Fundamento

Podemos observar los reticulocitos al microscopio ótico mediante la tinción con colorantes vitales, azul de metileno nuevo o azul de cresil brillante. Estos colorantes dan lugar a la precipitación de los restos de ARN, y se observan como filamentos de color azul intenso en el interior de la célula.

Según el grado de maduración que posea el reticulocito presentara un modelo de retículo distinto, de ovillo denso en el caso de los más inmaduros o de gránulos escasos para los más maduros. Se pueden clasificar en cuatro grupos distintos:

               Grado I                    Grado II           Grado III             Grado IV
                joven                                                                          Célula vieja

Material necesario:

• Microscopio óptico
• Tubos de hemólisis
• Pipetas Pasteur.
• Portas.
• Baño de agua
• Sistema de filtración.

Reactivos:

• Azul de cresil brillante en polvo.
• Solución salina al 0,9%.
• Citrato sódico al 3%.
• Agua destilada.
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre anticoagulada con EDTA.

Debido a que los reticulocitos también maduran in vitro, es aconsejable que la sangre utilizada se haya extraido recientemente, como máximo 6 horas antes de su análisis.

Técnica.

1. Preparación del colorante:

    Mezclamos  80 ml de solución salina y 20 ml de citrato sódico al 3%.

    Pesamos 1 gramo de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior.

    Filtramos antes de usarlo.

2. Tinción de los reticulocitos:

Es una tinción supravital, es decir, se hace mientras las células aún están vivas.

Para ello echamos 3 gotas de la solución colorante en un tubo de hemólisis y otras 3 gotas de sangre total previamente homogeneizada.

Mezclamos suavemente y tapamos con papel parafilm. Introducimos en el baño de agua a 37 ºC durante 5 minutos

Pasado este tiempo volvemos a homogeneizar y tomamos una gota de la suspensión para depositarla en un porta.

Realizamos una extensión y dejamos secar al aire .

Lectura de resultados

Con una gota de aceite de inmersión observamos la extensión con el objetivo de 100 x.

 

Los resultados obtenidos no eran buenos ya que el microscopio no esta bien, por lo que no podemos distinguir nada.

Interpretación de los resultados.

Los hematíes debían haberse teñido de un verde amarillento y se distinguirían de los hematíes, por que en su interior se verían como unos hilos finos de color azul.

HOJA DE TRABAJO

1º.  ¿Qué son los reticulocitos?
Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas), Mitocondrias y otros órganos celulares.

2º.  ¿Qué tipo de tinción estamos utilizando?.
Un colorante vital, azul de cresil brillante.

3º.  ¿Por qué hacemos la correción del porcentaje de reticulocitos?.
El indice corregido se hace para determinar si es una anemia o una leucemia.

4º.  ¿Qué nos expresa el IPR?.
Los días que tarda en madurar el reticulocito en sangre periférica.
Un IPR mayor de 3 nos indica una actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menor de 2 indica una escasa actividad eritropoyética.

DETERMINACIÓN DEL VALOR DEL HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

DETERMINACIÓN DEL VALOR DEL HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

INTRODUCCIÓN

Cuando se centrifuga la sangre, la fracción forme, que contiene los hematíes, se agrupan en el fondo del tubo y el plasma queda de forma de sobrenadante.

El vakir hematocrito, o simplemente hematocrito (HTO o HTC o HCT) es la relación existente entre el volumen ocupado por los hematíes y el ocupado por la sangre total, exp`resada en forma de porcentaje.

Este valor no es exactamente igual en todas las zonas vasculares del organismo. Así pues, el HCT obtenido con sangre capilar es algo superior al logrado a partir de sangre venosa.

METODICA

Fundamento

El HCT puede determinarse por métodos manuales o por métodos automáticos.

Los métodos manuales consisten en la centrifugación de la sangre, aplicándola una fuerza de 2000 a 5000 g (macrométodo) o de 12000 a 15000 g (micrométodo).

Los método automáticos pueden basarse en 2 principios:

• El cálculo matemático del HCT a partir de los valores RBC y de volumen copurcular medio, obtenidos electrónicamente con anterioridad.
• El análisis de la sombra que produce la población eritrocitaria, al reflejarse en un campo oscuro.

Con los métodos manuales también se cuentan, junto con el volumen de los hematíes, el de los leucocitos, el de las plaquetas y el del plasma que queda atrapado entre los hematíes. Por ello, el valor de HCT conseguido con métodos automáticos es más exacto y suele ser 1 o 2 unidades más bajo que el logrado por métodos manuales.

Material necesario:

• Tubos capilares de vidrio 7 a 7,5 cm de longitud y 1 mm de diámetro interno. No están graduados y son desechables.

Si la muestra es sangre capilar, éstos han de estar heparinizados interiormente; mientras que si la muestra es sangre venosa y ha sido adecuadamente anticoagulada, pueden no estar heparinizados. Los heparinizados tienen una franja roja en uno de sus extremos.

• Plastilina.
• Algodón o gasas.
• Una centrífuga de microhematocrito. Ëstta consta de una especie de plato horizontal con unos surcos para colocar los capilares, y permite apligar una fuerza centrífuga de 12000 a 15000g durante un tiempo controlado automáticamente.
• Una regla milimetrada o un lector de microhematocrito.

Reactivos

• EDTA  tripotásico dispuesto en tubos.

Muestra

• Sangre capilar o venosa. Esta última debe ser recogida en tubos con EDTA tripotásico.

Si se utiliza sangre capilar, se ha de desechar la primera gota obtenida tras la punción. Si se emplea sangre venosa, se deberá homogeneizar perfectamente antes de su uso.

Técnica

1. La determinación ha de hacerse por duplicado.
2. Llenar cada tubo capilar con sangre, hasta las 3/4 partes de su longitud. El llenado se efectúa por capilaridad y se realiza poniendo en contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre de sangre, o introducciéndolo en el tubo de sangre e inclinando éste, posteriormente, para facilitar el proceso.
3. Limpiar el exterior de cada tuvo con un trozo de algodón o con una gasa.
4. Sellar el extremo de cada tubo por el que ha entrado la sangre con plastilina. Para ello, se hace penetrar el tubo en la plastilina, o incluso se atraviesa ésta con aquél.
5. Colocar, debidamente equilibrados, los tubos en la centrífuga. En ella los tubos se sitúan con su extremo tapado hacia fuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos.
6. Centrifugar los tubos a unas 12000 g durante 5 minutos.

Lectura de resultados

Puede realizarse de 2 maneras:

• Midiendo las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando, segidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres.

• Mediante un lector de microhematocrito.

Entre los valores obtenidos con los dos tubos no debe haber una diferencia superior al 2% del mayor de ellos . Si esta diferencia es superior al 2% se repite la determinación, y si es inferior, se da como valor final del HCT a la media de ambos valores.

Si el valor final de HCT es superior a 50, se repite la determinación, pero alargando la centrifugación a 10 minutos.

INTERPRETACIÓN CLINICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS.

El valor normal del HCT  está comprendido entre el 42 y el 47% en las mujeres, y entre el 45 y el 52% en los varones.

Un valor bajo del HCT suele ser signo del padecimiento de una anemia. Sin embargo, hay falsos descensos del HCT ocasionados por hemodilución ( por ejemplo, el de la hidremía del embarazo).

Paradojicamente, el HCT suele ser normal en la fase más temprana de las hemorragias agudas, pues en éstas se pierden células y plasma en la misma proporción.

Un valor alto del HCT suele ser signo del padecimiento de una poliglobulina. Sin embargo, también hay engañosos ascensos del HCT producidos por hemoconcentración (por ejemplo, el de la deshidratación).

HOJA DE TRABAJO

     1.  ¿Qué significa la franja roja que tienen algunos capilares de microhematocrito?
 Que llevan EDTA tripotásico.

     2.  ¿A qué fuerza relativa de centrifugación (g) se centrifuga la sangre?

A 12000 g durante 5 minutos.

     3.  Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20 mm y la de la columna total es de 50 mm, ¿Cuál es el valor del hematocrito?.

El HCT seria del 40%.

     4.   Si con un capilar se obtiene un HCT de 45 y con el otro uno de 43, ¿Cómo debe de ser la forma de actuar ante estos resultados?.

Hay justo 2% se podria dar por bueno, o para afianzarse repetir la prueba.

Resultados obtenidos:

                                  E             T             HCT-RM             HCT-L

   

Primer tubo               19            46             41,30                   41,30

Segundo tubo            19            45             42,22                   42,22

T   = 46 mm
E   = 19 mm
T 2= 45 mm

Si T¬¬¬100%
    E¬¬¬HCT

            E x 100       19 x 100                                       19 x 100
HCT=¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬ =  41,30 %    HCT 2 = ¬¬¬¬¬¬¬ = 42,22%
                 T                46                                                 45
Medidas con un lector de microhematocrito

T= 46
E= 19
T 2=45
Si T¬¬¬100%
    E¬¬¬HCT

            E x 100       19 x 100                                       19 x 100
HCT=¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬ =  41,30 %    HCT 2 = ¬¬¬¬¬¬¬ = 42,22%
                 T                46                                                 45

Valor final en las dos mediciones:

                    HCT + HCT 2       41,30 + 42,22

HCT final = ¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬ = 41,76%

                             2                            2

• 2% del valor mayor de HCT: no es menor.
• Diferencia entre ambos valores de HCT:  0.92%.
• ¿Son válidos los resultados obtenidos? Estarían por debajo del porcentaje para hombres que esta comprendido entre 45 y 52%.
• En el caso positivo, ¿Cuál es el valor final de la determinación? Sería como valor final, la media de las dos medidas obtenidas con los dos capilares, que en este caso sería del 41,76%.

Valoración de los resultados.

• ¿ha de prolongarse la centrifugación hasta 10 minutos?  No, ha sido suficiente.
• El valor final de la determinación indica que el HCT es: Bajo.

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO Práctica XI del libro

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO

Metódica

Exgtracto de la técnica Panóptico rápido de la casa QCA.

Fundamento

Este método de tinción diferencial es un sistema que aúna la policromía y la calidad que proporcionan los métodos clásicos (Giensa y Wright) con una gran rapidez de ejecución (15 segundos solamente).

Frente a las técnicas de tinción descritas anteriormente, donde el colorante se extendía sobre el frotis, ésta presenta la peculiaridad de ser un método de inmersión, donde el frotis se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

Material necesario

• Cubetas de Werthein o similares.
• Cestillo para portas.
• Frasco lavador.

Reactivos

• Solución nº 1: Solución alcholica de triarilmetano.
• Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
• Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.
• Agua destilada.

Muestra

Frotis sanguíneo preparado recientemente y que se ha dejado secar al aire.

Técnica

1. En tres cubetas de Wertheim o similares se disponen los colorantes solución nº 1, nº 2, nº 3.
2. Colocamos los frotis en el cestillo para portas y lo sumergimos en la cubeta con la solución nº 1 durante 1 segundo. Repetimos la inmersión cuatro veces más ( en total 5 segundos). Dejamos escurrir.
3. Sumergimos a continuación otras cinco vece, cada una de 1 segundo de duración, en la cubeta con la solución nº 2. Dejamos escurrir.
4. Finalmente, sumergimos otras cinco veces de 1 segundo cada una en la cubeta con la solución nº 3. Lavamos con agua destilada y dejamos secar.

Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión sobre el frotis y observamos con el objetivo de 100 x.

Las coloraciones obtenidas en las células sanguíneas son similares a las de la tinción de Wright y Giemsa. Sin embargo, podemos variar la intensidad de la tineción modificando el numero de inmersiones en los colorantes nº 2 y nº 3, según se desee destacar las tonalidades rosas o las azules.

*Notas sobre el método:

• Las cubetas con las soluciones colorantes, especialmente la del nº 1, deberán guardarse siempre bien tapadas, con el fin de evitar una evaporación excesiva que podría inducir a desviaciones de color respecto a las tinciones habituales.
• Antes de agotar el contenido de una cubeta, debemos ir adicionando una nueva cantidad de solución colorante para mantener, día a día, un nivel apropiado del mismo. De vez en cuando se debe renovar todo el contenido de la cubeta.
• En aquellos laboratorios con pequeño número de fórmulas hemáticas, las cubetas de Wertheim pueden ser sustituidas ventajosamente por pequeños frascos de cristal con tapón a rosca.

HOJA DE TRABAJO

1º ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas?

En la gran rapidez de ejecución (15 segundos).

2º ¿Cuantos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones?

Debe sumergirse 5 veces en cada solución, cada una de ellas 1 segundo ( en total 5 segundos).

3º ¿Cuál cree que es la sólución fijadora?

La solución nº 1, ya que la 2 y la 3 varían el color según las veces que se sumerja el frotis.

TINCIÓN DE WRIGHT Práctica X del libro

TINCIÓN DE WRIGHT

METÓDICA

Extracto de las técnicas de tinción hematológica de la casa Panreac.

Fundamento

El colorante utilizado es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno (DEL 50 AL 75%) y azur B (del 10 al 25%) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Dada la presencia de metanol en la composición del colorante, no es necesario un paso previo de fijación antes de la coloración.

Solo si se van a guardar las extensiones sin teñir de un día para otro procederemos a su fijación para evitar el deterioro del frotis.

Material necesario

• Microscópio óptico.
• Cristalizador.
• Puentes de tinción.
• Pipetas Pasteur con chupete.
• Frasco lavador.
• Guantes. 
• Tubos de ensayo.

Reactivos

• Solución de eosina-azul de merileno según Wright.
• Solución tampón pH 7,2.
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. Los anticoagulantes más adecuados son la heparina y el EDTA.

Técnica

1. Realizar un frotis sanguíneo muy fino.Dejar secar al aire.
2. Sobre la extensión colocada horizontalmente en el puednte de tinción verter 1 ml de eosina-azul de metileno. Dejamos actuar 1 minuto y lavamos con solución tampón  pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.
3. Inmediatamente antes de su empleo y en un tubvo de ensayo, diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2 . Meclamos bien y cubrimos con esta dilución la extensión. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo. Volvemos a lavar con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.

Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo de 100 x.

Las células se observan coloreadas de la misma manera que con la tinción de Giemsa.

HOJA DE TRABAJO

1º. ¿Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?

Solución de eosina-azul de metileno según Wright.

2º. ¿Que sustancia utilizamos como fijador?

Solución tampón pH 7,2.

3º. ¿Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?

Durante 3-5 minutos.

TINCIÓN DE GIEMSA Práctica IX del libro

TINCIÓN DE GIEMSA

Introdución

Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y sus productos de oxidación (azur A, azur B, azur C) como colorantes básicos, combinandolos con la eosina como colorante ácido.

De este modo, obtenemos una tinción diferencial, es decir, una tinción que es capaz de discriminar entre las distintas estricturas celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, con el básico o con la mezcla de ambos.

Según la proporción de azul de metileno y de eosina que compongan el colorante tendremos distintos métodos de tinción. Entre ellos, los más conocidos son el método de Giemsa, el de Wright, el de Leishman y el d panóptico de Pappenheim.

Metódica
Es un extracto de las técnicas de tinción hematológicas de la casa Panreac.

Fundamento

Utilizamos como colorante la mezcla de azul de merileno y eosina propuesta por Giemsa.

Material necesario:

• Microscopio óptico.
• Portas bien límpios.
• Cristalizador.
• Pùentes de tinción.
• Pipetas pasteur con chupete.
• Frascos lavadores.
• Tubos de ensayo.

Reactivos

• Colorante en solución según Giemsa de Panreac.
• Solución tampón pH de Panreac.
• Metanol.
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. El anticoagulante de elección es la heparina o el EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas.

Técnica

1. Preparamos un frotis sanguíneo.
2. Colocamos el frotis sobre el puente de tinción, en el cristalizador y en posición horizontal.
3. Cubrimos el frotis con  metanol durante 3 minutos. Escurrimos y lo dejamios secar al aire. Con esto procedemos a fijar el frotis.
4. Diluimos en un tubo de ensayo 0,2 ml de azur-eosina-azul de merileno según Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7,2. Es importante realizar esta dilución en el momento de la tinción, ya que el colorante precipita y no es válido para otro día.
5. Mezclamos suavemente en el tubo y con una pipeta Pasteur cubrimos el frotis con la dilución de colorante, dejándolo actuar durante 25 minutos.
6. Escurrimos y lavamos con agua del grifo. Posteriormente lavamos con tampón pH 7,2 has eliminar los restos del colorante. Dejamos escurrir y secamos en posición vertical.

Lectura de resultados

UNa vez seca la tinción, echamos una gota de aceite de inmersión y examinamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x.

Los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

Los neutrófilos presentan el núcleo de color azul violeta, el citoplasma rosa y la granulación de un color violeta rojizo.

Los eosinófilos se observan con el núcleo azul violeta, el citoplasma azul y los grñanulos de color rojo anaranjado.

Los basófilos presentan un núcleo de color púrpura y granulación de color azul oscuro.

Los monocitos y linfocitos se observan con un núcleo color violeta y el citoplasma azul, un poco más claro en el monocito.

HOJA DE TRABAJO

1º ¿Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta técnica?

Es la heparina o el EDTA.

2º ¿Con qué reactivo fijamos el frotis?

Con metanol durante 3 minutos.

3º ¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?

Durante 25 minutos.

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA Práctica VIII del libro

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA 

Introducción

El paludismo es una enfermedad producida por parásitos del genero Plasmodium.

Los parásitos palúdicos, en algunas etapas de su ciclo vital, se encuentran en la sangre periférica. En esta pueden observarse infectando a los hematíes o, también, en el exterior de los mismos.

PROCEDIMIENTO

Fundamento

Para el estudio microscópico rutinario de muestras sanguíneas susceptibles de contener parásitos palúdicos, se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de gota gruesa en el mismo porta.

Cuando se observan extensiones sanguíneas finas para establecer o confirmar un diagnóstico de paludismo, debe prestarse atención a los hematíes infectados y a los parásitos que hay dentro de ellos.

Material necesario:

• Un tubo capilar heparinizado, si la muestra es sangre capilar, o no heparinizado, si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
• Una pipeta Pasteur.
• 2 portaobjetos.
• 2 cubetas de tinción con sus repectivos cestillos.

Reactivos

• Metanol
• Agua destilada o desionizada.
• Una solución de colorante Giemsa al 3% en agua destilada o desionizada.

Antes de usarse, debe mezclarse bien.

Sólo sirve durante las primera 8 horas transcurridas desde su preparación.

Muestra

• Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA.

Técnica

1. 
   
2. Con la mano izquierda, sujetar un portaobjetos limpio sólo por los bordes.
3. Situar una pequeña gota de sangre en el centro del portaobjetos.
4. Colocar sobre el portaobjetos tres gotas de sangre algo más grandes, a un centímetro  de distancia de la gota situada anteriormente y a la derecha de la misma. 
5. Estas tres gotas deben ocupar los vértices de un pequeño e imaginario triángulo equilatero cuya base está dirigida hacia la gota pequeña.
6. Utilizando otro portaobjetos limpio, realizaremos la extensión de la gota pequeña en capa fina.
7. Con una esquina del segundo portaobjetos, unir con movimientos rápidos y circulares (de 3 a 6 movimientos), las 3 gotas de sangre mas grandes, hasta extenderlas formando una capa gruesa y uniforme. Al mover de esta forma la sangre, se logra la desfibrinación de la misma.
8. Dejar secar la preparación, con el portaobjetos situado en posición horizontal, y protegerla de las moscas, el polvo y el calor excesivo.
9. Fijar, únicamente, la extensión fina, para ello, se depositan sobre su superficie 3 gotas de metanol y se deja que éste actúe durante algunos segundos.
10. La gota gruesa debe dejarse secar durante 24 horas.
11. Transcurrido ese tiempo, verter solución colorante (Gienmsa al 3%) en una cubeta de coloración.
12. Colocar la preparación en el cestillo de la cubeta de coloración que contiene colorante.
13. Sumergir la preparación, en la solución de Giemsa, durante 30-45 minutos, durante este tiempo la preparación debe de estar al abrigo de la luz solar.
14. Verter agua limpia en otra cubeta de coloración
15. Aclarar la preparación, sumergiéndola en la cubeta de agua limpia, durante algunos segundos Esta última operación puede repetirse una vez más.
16. Dejar secar la preparación, situándola en posición vertical.

Lectrura de resultados

Cuando el emfermo estudiado padece un paludismo, en la extensión fina pueden encontrarse distintas formas evolutivas de los parásitos palúdicos, tanto en el interior de los hematíes como fuera de ellos. Ëstaas son las siguiientes:

• Puntos de Schüffner y de Maurer:

Son formas de infestación de los glóbulos rojos.
Los puntos Schüffner son motas rojas, que se observan en el interior de los eritrocitos, en infestaciones por Plamodium vivax y ovale.
Los puntos de Maurer son motas rojo-malva, que se observan en el interior de los eritrocitos, en infestaciones por Plasmodium falciparum.

• Formas en anillo (esquizontes anulares):

Se observan hematíes que albergan un trofozoito palúdico precoz, que adopta un aspecto similar a un anillo.

• Formas ameboideas (esquizontes ameboides):

Se observan en hematíes que contienen un trofozoito tardío, que posee un aspecto ameboideo.

• Conglomerados de merozoitos (esquizontes maduros):

Los merozoitos se originan, por división nuclear múltiple, de los trofozoitos maduros.
Los merozoitos se observan como agrupaciones de pequeños parçasitos que pueden estar presentes en el interior de los eritrocitos o libres de plasma.

• Gametocitos libres en plasma.

En la gota gruesa de los hematíes están lisados, ya que ésta no ha sido fijada antes de ser teñida. Por lo tanto en ella, las formas evolutivas de los parásitos palúdicos se observan libres y más patentes.

INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS

Puede hacerse un recuento aproximado de los parásitos palúdicos encontrados, mediante un código de cruces, tal y como se indica en el siguiente cuadro:

                         NÚMERO DE PARÁSITOS                        CRUCES ASIGNADAS

              De 1 a10 por 100 campos de gota gruesa                                 +

            De 11 a 100 por 100 campos de gota gruesa                              ++

                   De 1 a 10 por campo de gota gruesa                                   +++

                  Más de 10 por campo de gota gruesa                                   ++++

Hoja de trabajo

1º. ¿Qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?

Giemsa al 3% en agua destilada o desionizada.

2º. ¿Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa?

Los hematíes estan lisados.

3º. ¿Con qué sustancias se fija la preparación de gota gruesa?

Solo se fijará la parte extendida ( la parte fina) con 3 gotas de metanol.

Resultados obtenidos:

En la preparación de la gota gruesa:

Los hematíes están lisados

Valoración de los resultados:

La extensión debe ser considerada como válida.

El individuo del que procede la muestra de sangre debe ser considerado como:

No infestado por Plamodium.

CÉLULAS DE UNA CEBOLLA

CÉLULAS DE UNA CEBOLLA

Materiales:

1. - Una cebolla.
2. - Pinzas.
3. - Vidrio de reloj.
4. - Colorante.
5. - Vasos de precipitado.
6. - Agua destilada.
7. - Microscopio.
8. - Portaobjetos y cubreobjetos.

Reactivos:

- En esta práctica vamos a utilizar un colorante para teñir 

Muestra:

Fundamento teórico:

- Esta práctica tiene como finalidad la visualización de células vegetales de la epidermir de una cebolla a través de un microscopio, pudiendo observar a su vez distintos orgánulos de esta.

Procedimiento:

1. Extraer tejido vegetal muy fino de una capa de la cebolla con cuidado de no romperlo.

2. Dejamos reposar la muestra en un vidrio de reloj con lugol durante cinco minutos.

3. Con cuidado extraemos la muestra del vidrio de reloj y introducimos en un vaso de precipitado con agua destilada, para retirar el exceso de tinte.

4. Colocamos la muestra en un portaobjetos limpio, procurando estirar la muestra lo máximo posible sin romperla.

5. Ponemos una gota de agua sobre la muestra y seguidamente cubrimos con el cubreobjetos, presionamos con cuidado y eliminamos el exceso de agua con papel de filtro.

6. Por último observamos a microscopio la muestra. Primero debemos hacerlo con el objetivo de menor aumento y seguidamente, observar con los demás objetivos, para poder visualizar al menos los núcleos y cloroplastos de las células vegetales.

Interpretacion de los resultados:

Como vemos, podemos observar las paredes de las células vegetales (de celulosa), sus núcleos, se trata de células rígidas y con gran resistencia mecánica.

UTILIZACIÓN DE LA BURETA

UTILIZACION DE LA BURETA

.- La bureta su utilización es igual a la pipeta, y sirve para lo mismo, unicamente que lleva una llave de paso con la cual dejaremos vaciar el líquido contenido en ella, ademas de la forma de llenado que puede hacerse con un embudo, en vez de utilizar la micropipeta o peras de vacio.

.- Primeramente montaremos la bureta en un soporte de pie, con la ayuda de la doble nuez, y las pinzas apropiadas para tal efecto.

Aqui tenemos un video en el que nos enseña a utilizar la bureta, ademas de otros materiales.

http://youtu.be/A1Md0gVEYeg

Todo esto lo utilizaremos para la mediciones exactas de volumenes pequeños, bien para utilizarlos en solitario o bien para hacer mezclas con otros liquidos o solidos.

REALIZACIÓN DE UNA EXTENSIÓN SANGUÍNEA Practica VII del libro

REALIZACIÓN DE UNA EXTENSIÓN SANGUÍNEA

METÓDICA

Fundamento:

Las extensiones sanguíneas se llevan a cabo deslizando el filo de un porta sobre otro porta, en el cual se ha depositado previamente una gota de sangre, con lo que obtenemos una fina capa de células que puede ser adecuadamente observada con el microscopio.

Material necesario:

.- Una lanceta de aplicación manual o automática.

.- Algodón.

.- Un capilar no heparinizado, si la sangre es venosa anticoagulada, o heparinizado, si la muestra es sangre capilar.

.- 2 portas limpios y libres de grasa Uno de ellos puede ser normal y el otro ha de ser, preferentemente, esmerilado y biselado (el porta extensor).

    Para límpiar los portas procedemos de la siguiente manera:

- Lavar los portas con agua y jabón líquido.

- Aclarar los portas con abundante agua caliente.

- Sumergir los portas, durante 1 hora, en una solución de etanol-éter etílico o, simplemente, en etanol.

- Volver a aclarar los portas y dejarlos secar.

- Tomar los portas tocándolos solamente por los bordes. Con esto se evita el manchar las superficies de los mismos con suciedad o grasa procedente de los dedos,

.- Guantes desechables.

.- Un rotulador de vidrio (indeleble).

Reactivos:

.- Un desinfectante: alcohol etílico (etanol) de 70º , o mejor aún, solución alcohólica de povidona yodada.

.- Solución de etanol-eter etílico en una proporción de 50 : 50.

Muestra.

.- Sangre capilar no anticoagulada o sangre venosa adecuadamente anticoagulada.

La forma correcta de extraer sangre capilar es la siguiente:

1º. Elegir para sufrirla. preferentemente, el tercer o cuarto dedo de una de las manos.

2º. Desinfectar el pulpejo del dedo seleccionado con un algodón embebido en un desinfectante apropiado.
3º. Dejar que el desinfectante se evapore.
4º. Con una lanceta, pinchar firme y rápidamente una cara lateral de ese pulpejo.
5º. Con un algodón, seco retirar la primera gota de sangre emitida.
6º- Presionar el extremo del dedo, a nivel del lado opuesto al de la punción, hasta obtener la cantidad de sangre deseada.

La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, ya que pasado este tiempo, se producen unos cambios apreciables en las células, que se manifiestan, al ser teñidas éstas, como alteraciones en su morfología.

Una vez extraída la sangre venosa ha de ser anticoagulada con EDTA. para realizar frótis sanguíneos debe utilizarse sangre anticoagulada con heparina, ya que ésta agrega las células y produce un fondo azul en las extensiones de samgree teñidas con el colorante de wright.

Hay que tener en cuenta que la sangre capilar contiene más hematíes y leucocito y menos plaquetas que la sangre venosa.

Técnica

1º. Poner uno de los portas limpios en una superficie  fija y plana.
2º. Con un capilar cargado previamente con sangre, depositar una gota a 1/3 del largo y en la mitad del ancho.
3º. sujetando este porta con una mano, se cogera otro y se apoyara por delante de la gota depositada, formando un ángulo de 45º con el primer porta, lo deslizaremos hacia atrás hasta tocar la gota de sangre, que se extenderá al ancho del filo del segundo porta.
4º. Seguidamente, con velocidad uniforme y firme lo desplazaremos sobre el primer porta, con lo que obtendremos la extensión de sangre.
5º. Secar rápidamente la extensión, agitándola al aire, para que sus células no se distorsionen y pondremos el nombre del paciente.
6º. Por último procederemos a visualizarla en el microscopio.



Lectura de resultados

A  la hora de leer los resultados, se han de tener en cuenta las características propias de una buena extensión y los defectos que puede tener una extensión incorrecta.

HOJA DE TRABAJO:

1º. ¿Con qué sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión?
Con EDTA.
2º. ¿Cuánto tiempo puede pasar, como máximo, desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis?
Máximo 3 horas.
3º. ¿ Qué ángulo debe formar el porta extensor con el porta soporte?
De 45º.

Resultados obtenidos:

La extensión estaba bien realizada, en ella se distinguía bien las tres partes, Cabeza, Cuerpo y Cola.

Valoración de los resultados:

La extensión debe considerarse como válida.

TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO Practica V del libro

TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO

Materiales necesario:

.- Microscopio.

.- Portaobjetos y cubreobjetos.

.- Tubos de hemólisis.

.- Pipetas Pasteur.

,. Papel parafilm.

Reactivos:

.- Azul de metileno nuevo

.- Oxalato potásico.

.- Agua destilada

Muestra:

.- Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada.

Técnica:

1. Preparamos el colorante de la siguiente manera:

    Azul de metileno nuevo 0,5 g.

    Oxalato potáxico 1,6 g.

    Agua destilada c.s.p. 100 ml.

2. Hechamos 2 gotas de sangre y dos de colorante (proporción 1:1) en un tubo de hemólisis.

3. Tapamos el tubo con parafilm y dejamos la mezcla en reposo, a temperatura ambiente, durante 10               minutos.

4. Al cabo de ese tiempo extraemos del tubo una o dos gotas de la mezcla y la depositamos sobre un               portaobjetos.

5. Cubrimos la mezcla con un cubreobjetos.

6. Observamos la preparación resultante al microscopio óptico con el objetivo de 40 x.

Lectura de resultados:

.- Podemos apreciar los núcleos celulares teñidos a diferencia de los vistos en la preparación de sangre             fresca   (práctica III).

HOJA DE TRABAJO:

1º .- ¿En qué se diferencia una tinción vital de una supravital?

Las tinciones vitales consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo, y las tinciones supravitales, que emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

2º.- ¿Cuáles son los colorantes vitales más utilizados?

Son el rojo neutro, que tiñe fundamentalmente los gránulos citoplasmáticos, el verde Jano, que tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares, y el azul de metileno, que tiñe núcleos y algunas extructuras celulares.

3º.- ¿Qué tipo de estructuras tiñe selectivamente el verde Jano?

El verde Jano, tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares

4º.- ¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital?

Que emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

5º.- ¿Cuáles son los inconvenientes?

Que la observacion microscópica debe de ser rápida ya que las células no pertenecen vivas mucho tiempo.

ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LA CRISTALIZACIÓN DE LA SALIVA practica II del libro

ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LA CRISTALIZACIÓN DE LA SALIVA

METÓDICA:

La saliva, en presencia de una concentración apreciable de estrógenos, cristaliza cuando se la deja secar sobre un portaobjetos.

Esta cristalización es visible microscópicamente.

MATERIAL NECESARIO:

.- Un microscopio.

.- 2 portaobjetos.

.- Un pañuelo de papel.

.- Un mechero butner.

MUESTRA

Saliva. Antes de emitirla, es conveniente enjuagarse la boca, para procurar que la saliva esté limpia.

TÉCNICA:

1º .- Limpiar un portaobjetos con alcohol y agua destilada, secándolo posteriormente con un papel.

2º .- Depositar una gota de saliva sobre ese portaobjetos limpio.En nuestro caso se recoge con ayuda          de un palillo saliva del interior de la pared bucal.

3º .- Extender la gota con ayuda de otro portaobjetos.

4º .- Dejar secar la extensión. Para ello utilicemos el mechero de laboratorio (butner), durante 3 0 4             minutos para su total secado y fijado.

5º .- Poner el portaobjetos sobre la platina, teniendo en cuenta que la cara de aquel que tiene la                    extensión ha de estar hacia arriba.

6º .- Enfocar la preparación, con cada uno de los objetivos del microscopio, excepto con el de                     inmersión.

        Para la observación microscópica de la cristalización de la saliva, es preferible que la muestra             sea atravesada por poca luz. Esto lo logramos:

      . Alejando el condensador de la preparación.

      . Cerrando parcialmente el diafragma.

LECTURA DE RESULTADOS

Nuestro objetivo es determinar , saber y ver las células que hay en  la saliva, de ahí podríamos deducir cualquier patología anormal de un paciente en la boca.

Intentamos verlo con los diferentes objetivos exceptuando el de inmersión, pero con todos ellos lo único que vemos unas pequeñas células, las cuales no podemos apreciar con claridad, ya que el microscopio no funciona bien. Solo podíamos apreciar distintos tonos de color y unos círculos donde dentro de ellos de forma milimétrica se veían las células que era el resultado que deseábamos obtener.

Deducimos por los resultados obtenidos (la fotografía anterior es como más o menos la veíamos al microscopio) que la cristalización era casi nula, y que esta en un periodo de infertílidad.

HOJA DE TRABAJO:

1º .- ¿Que hormonas hacen que cristalice la saliva?
        Los estrógenos.
2º .- ¿Que aspecto tienen los cristales que se forman en la saliva?
        Tienen forma de helecho
3º .- ¿Como es la cristalización de la saliva en un estado de fertilidad clara?
        Muy abundantes

Resultados obtenidos:
La cristalización obtenida es casi nula
Valoración de los resultados:
La mujer se encuentra en un estado de infertilidad.

PREPARACIÓN DE SANGRE EN FRESCO Práctica III del libro

PREPARACIÓN DE SANGRE EN FRESCO

METÓDICA:

Material necesario:

.- Microscopio óptico.

.- Portaobjetos y cubreobjetos.

.- Un capilar.

Muestra:

Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Técnica:

1º .- Obtener una gota de sangre capilar (mediante una lanceta) y depositarla sobre un cupreobjetos             con ayuda de un capilar.

2º .- Invertir inmediatamente el cubreobjetos, apoyándolo sobre un portaobjetos, permitiendo que la          sangre se extienda formando una película delgada.

3º .- Observar la preparación al microscopio con el objetivo de 40 x .

Fundamentos:

La observación de la muestra sin teñir, permite evitar los efectos secundarios de la tinción, como pueden ser la coagulación de las oroteinas o la solubilización de los hidratos de carbono y grasas.

De este modo, es posible visualizar la estructura natural de las células, o los cambios estructurales en procesos patológicos, que de otro modo, podrían ser achacados al método de tinción.

Lectura de resultados:

Debido al mal estado del microscopio utilizado no podemos ver los resultados deseados, ya que solo apreciamos unos puntos, que se suponen son glóbulos rojos.

Hoja de trabajo:

1º .- ¿ Que tipo de colorante empleamos aqui?

         Ninguno

2º .- ¿ Que ventajas posee esta técnica?

        Nos permite evitar los efectos secundario de la tinción, como puede ser la coagulación de las               proteínas o la solubilizaciçon de los hidratos de carbono y grasas. 

        De este modo nos permite visualizar la estructura natural de las células, o los cambios                         estructurales en procesos patológicos, que de otro modo, podrían ser achacados al método de               tinción.

3º .- ¿Que muestras podemos emplear?

        Sangre capilar o Sangre venosa anticoagulada.

CELULAS EPITERIALES DE LA BOCA

CELULAS EPITERIALES DE LA BOCA

METÓDICA:

La saliva, en presencia de una concentración apreciable de estrógenos, cristaliza cuando se la deja secar sobre un portaobjetos.

Esta cristalización es visible microscópicamente.

MATERIAL NECESARIO:

.- Un microscopio.

.- 2 portaobjetos.

.- Un pañuelo de papel.

.- Un mechero butner.

.- Un palillo.
.- Azul de metileno.

MUESTRA

Recogemos la muestra con el palillo de las paredes internas de la boca.

TÉCNICA:

1º .- Limpiar un portaobjetos con alcohol y agua destilada, secándolo posteriormente con un papel.

2º .- Depositar los restos obtenidos sobre ese portaobjetos limpio.En nuestro caso se recoge con                  ayuda de un palillo saliva del interior de la pared bucal.

3º .- Extender la gota con ayuda del palillo, dejar secar y teñir con azul de metileno.

4º .- Poner el portaobjetos sobre la platina, teniendo en cuenta que la cara de aquel que tiene la                    extensión ha de estar hacia arriba.

5º .- Enfocar la preparación, con cada uno de los objetivos del microscopio, excepto con el de                     inmersión.

        Para la observación microscópica de la saliva, es preferible que la muestra sea atravesada por               poca luz. Esto lo logramos:

      . Alejando el condensador de la preparación.

      . Cerrando parcialmente el diafragma.

LECTURA DE RESULTADOS

Nuestro objetivo es determinar , saber y ver las células que hay en  la saliva, de ahí podríamos deducir cualquier patología anormal de un paciente en la boca.

Intentamos verlo con los diferentes objetivos exceptuando el de inmersión, pero con todos ellos lo único que vemos es unas pequeñas células, las cuales no podemos apreciar con claridad, ya que el microscopio no funciona bien. Solo podíamos apreciar  la tinción en azul de metileno, unos círculos donde dentro de ellos de forma milimétrica se veían las células, ademas de unos pequeños puntos que no podemos apreciar que son, mas o menos era el resultado que deseábamos obtener.

Deducimos por los resultados obtenidos que solo podemos apreciar las células de forma inexacta ya que el microscopio no es bueno, y no se ve con claridad.

INTRODUCCIÓN AL MANEJO DEL MICROSCOPIO. Practica I del Libro

INTRODUCCIÓN AL MANEJO DEL MICROSCOPIO

.- MATERIAL NECESARIO:

.- Microscopio

.- Un portaobjetos

.- Una hoja de papel cuadriculado

.- Un bolígrafo

.- Cinta adhesiva (tesafilm)

PROCEDIMIENTO:

1º.- Descubrir el aumento de los oculares y de cada uno de los objetivos del microscopio.

      Calcular el aumento obtenido con el uso combinado de los oculares y cada uno de los objetivos.

       Reseñar los resultados obtenidos, en el cuadro que se adjunta a continuación:

Aumento de los                     Aumento de cada                  Aumento combinado                 oculares                                   objetivo          

              x 10                                            4                                          40
              x10                                            10                                        100
              x10                                            40                                        400
              x10                                           100                                      100
2º .- Recortando un trozo de papel cudriculado, de manera que tenga la forma y el tamaño de un                  portaobjetos.

       Dibujar, en la posición media del papel, un signo (+), con 2 trazos de 4 cuadros cada uno.

       Escribir, lo mas pequeño posible:

       . Una letra D, en el extremo derecho del signo más.
       . Unas letras IZ, en el extremo izquierdo del signo más.
       . Unas letras SP, en el extremo superior del signo más.
       . Unas letras IN, en el extremo inferior del signo más.

       Fijar el trozo de papel al portaobjetos mediante una tira de cinta adhesiva, y de forma que el                signo más quede hacia afuera.

       Situar el portaobjetos, con la tira de papel hacia arriba, en la pletina del microscopio.
 
       Enfocar la zona central del signo más, con cada uno de los objetivos, excepto con el de                        inmersión. En primer lugar, se debe enfocar con el objetivo de menor aumento, y en último lugar,        se ha de enfocar con el objetivo de mayor aumento.

3º.- Enfocar de nuevo, con el objetivo de menor aumento, la zona central del signo más.
       sin dejar de mirar a través de los oculares y utilizando los tornillos reguladores de la platina:

       . Desplazar el campo microscópico hacia la derecha, hasta visualizar unas letras.
         ¿ Que letras son las visualizadas?:
          ZI
       . Seguidamente, desplazar el campo microscópico hacia la izquierda, hasta visualizar otra letra.
         ¿Que letra es la visualizada?:
          D
       . Volver a la zona central.
       . Desplazar el campo microscópico hacia arriba, hasta visualizar unas letras.
        ¿Que letras son las visualizadas?:
         NI
       . Seguidamente, desplazar el campo microscópico hacia abajo, hasta visulizar otras letras.
        ¿Que letras son las visualizadas?
         PS

        ¿Que consecuencia se extrae de los resultados obtenidos?:
        Que los resultados son invertidos, ademas de desplazarnos en sentido contrario al convencional,         esto es si movemos el microscopio hacia la izquierda, por los oculares se vera como que lo                   movemos hacia la derecha.

4.- Enfocar sucesivamente, con el objetivo de menor aumento, las letras rotuladas alrededor del signo      mas.

     Fijandose en la escalas longitudinal y transversal de la platina, establecer la posición exacta de            cada una de esas letras.

     Anotar los resultados obtenidos en el siguiente cuadro:

                 LETRAS                               COORDENADA                     COORDENADA                                                                                      LONGITUDINAL                   TRANSVERSAL

                       D                                              12.5                                            101
                       IZ                                             12                                               176
                       SP                                            1                                                 139
                       IN                                            23.5                                            139

     Quitar el portaobjetos y mover la platina.

     Volver a poner el portaobjetos en la platina.

     Situando las escalas en la posiciones previamente establecidas, localizar directamente cada una de      las letras, sin necesidad de barrer visualmente la tira de papel.