lunes, 8 de diciembre de 2014

FÓRMULA LEUCOCITARIA Práctica XXVIII del Libro 01-12-2014

FÓRMULA LEUCOCITARIA 

METÓDICA

Fundamento

La fórmula leucocitaria o recuento diferencial leucocitario (RDL) consite en la determinación del porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.

Material necesario

  • Microscopio.
  • Papel y lápiz o un registrador automático de células. Este último consiste en un aparato que tiene unas teclas. Cada tecla representa a un tipo de leucocito y hace una anotación cada vez que es presionada. Cuando el número de anotaciones llega a 100, suena una alarma.
Reactivos
  • Aceite de inmersión
Muestra
  • Una extensión de sangre con un colorante de uso habitual. (Panóptico rápido).
Técnica
  1. Preparar el microscopio para que tenga el condensador alto y el diafragma abierto.
  2. Enfocar la preparación con el objetivo de 10 x.
  3. Comprobar que la preparación es buena y elegir una zona en la que los hematíes no estén superpuestos y los leucocitos se encuentran uniformemente distribuidos.
  4. Enfocar esa zona de la preparación con el objetivo de inmersión.
  5. Observar esa zona de la preparación mientras se describe un recorrido en forma de almenas o de greca.
Simultáneamente a esto, se clasifican y se cuentan los leucocitos que se van encontrando a lo largo de ese recorrido.


Lectura de resultados

.- Neutrófilos segmentados                   59
.- Neutrófilos en Cayado                         3
.- Eosinófilos                                           6
.- Basófilos                                              2
.- Monocitos                                            8
.- Linfocitos                                           22
                                                             ¬¬¬
                                                             100   total de leucocitos contados
Hoja de trabajo

1º.  ¿Con qué objetivo se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria?
La fórmula leucocitaria o recuento diferencial leucocitario (RDL) consite en la determinación del porcentaje que representa cada uno de los tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.

2º. ¿Cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria?
Un recorrido en forma de almenas o de greca.

3º. Cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos?
Cuando se encuentra un mayor número de linfocitos que de neutrófilos (en el adulto) o más de un 10% de eosinofilos, más de un 12% de monocitos.

4º. Si de 100 leucocitos observados, 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7000 leucocitos/mm3 de sangre, ¿Cuál es el número de linfocitos que hay en 1 mm3 de sangre?
nº TL= WBC x  % TL/ 100      
nº TL= 7000  x  20 / 100 = 1400 linfocitos en 1 mm3. 

5º. ¿Cómo se llama el aumento de los monocitos?
Monocitosis.

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ Práctica XXI del libro

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ

METÓDICA

Fundamento

Los precipitados intraerotricitarios de Hb desnaturalizada se tiñen con el cristal violeta y adquieren el aspecto de pequeñas granulaciones que reciben el nombre de cuerpos de Heinz.

Material necesario:

  • Un tubo de ensayo.
  • 2 pipetas graduadas (por ejemplo de 1 cc).
  • Una pipeta Pasteur.
  • Un baño de agua.
  • 2 portaobjetos.
  • Un microscopio.
Reactivos
  • Colorante consistente en una solución de cristal violeta que puede prepararse de la siguiente forma:
  1. Mezclar 20 g de cristal violeta con 80 cc de suero fisiológico y 20 cc de agua destilada.
  2. Agitar la mezcla durante 5 minutos, para asegurar la disolución de sus componentes.
  3. Filtrar la disolución.
  4. Añadir al líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada.
  5. Conservar la solución colorante a temperatura ambiente, durante un tiempo indefinido.
  • Líquido de inmersión.
Muestra
  • Sangre total.
Técnica

  1. Mezclar en un tubo de ensayo, volúmenes iguales de la solución de cristal violeta y de la sangre problema ( por ejemplo 1 ml de colorante y 1 ml de muestra).
  2. Incubar la mezcla, a 37 ºC, durante 5 minutos.
  3. Hacer una extensión fina de la mezcla.
  4. Dejar secar la extensión.
  5. Observar la extensión con el microscopio, utilizando para ello el objetivo de inmersión.


Lectura de resultados 

Los cuerpos de Heinz, una vez teñidos, se observan como pequeñas granulaciones de color púrpura que se localizan en la periferia de los hematíes.

HOJA DE TRABAJO

1º.  ¿Cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?.
Colorante cristal violeta.

2º.  ¿De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?.
De colorr púrpura.

3º.  ¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?.
En el interior de los eritrocitos, también pueden aparecer cuerpos de Heinz intraeritocitarios en el déficit congénito de glucosa-6-fosfato deshidrogenasa.



CONTAJE DE RETICULOCITOS Práctica XVI del libro Fecha 27-11-2014

CONTAJE DE RETICULOCITOS

INTRODUCCIÓN

Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas), Mitocondrias y otros órganos celulares.

Tienen un tamaño de 8 o 9 micrómetros de diámetro. Permanecen en médula ósea unos 2 0 4 días y después salen a sangre periférica, donde terminan el proceso de maduración en unas 24 horas.

Su cantidad en sangre periférica es un reflejo de la actividad eritropoyética medular.

METÓDICA

Fundamento

Podemos observar los reticulocitos al microscopio ótico mediante la tinción con colorantes vitales, azul de metileno nuevo o azul de cresil brillante. Estos colorantes dan lugar a la precipitación de los restos de ARN, y se observan como filamentos de color azul intenso en el interior de la célula.

Según el grado de maduración que posea el reticulocito presentara un modelo de retículo distinto, de ovillo denso en el caso de los más inmaduros o de gránulos escasos para los más maduros. Se pueden clasificar en cuatro grupos distintos:
               Grado I                    Grado II           Grado III             Grado IV
                joven                                                                          Célula vieja
Material necesario:
  • Microscopio óptico
  • Tubos de hemólisis
  • Pipetas Pasteur.
  • Portas.
  • Baño de agua
  • Sistema de filtración.
Reactivos:

  • Azul de cresil brillante en polvo.
  • Solución salina al 0,9%.
  • Citrato sódico al 3%.
  • Agua destilada.
  • Aceite de inmersión.
Muestra

Sangre anticoagulada con EDTA.

Debido a que los reticulocitos también maduran in vitro, es aconsejable que la sangre utilizada se haya extraido recientemente, como máximo 6 horas antes de su análisis.

Técnica.

1. Preparación del colorante:

    Mezclamos  80 ml de solución salina y 20 ml de citrato sódico al 3%.
    Pesamos 1 gramo de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior.
    Filtramos antes de usarlo.


2. Tinción de los reticulocitos:

Es una tinción supravital, es decir, se hace mientras las células aún están vivas.

Para ello echamos 3 gotas de la solución colorante en un tubo de hemólisis y otras 3 gotas de sangre total previamente homogeneizada.

Mezclamos suavemente y tapamos con papel parafilm. Introducimos en el baño de agua a 37 ºC durante 5 minutos

Pasado este tiempo volvemos a homogeneizar y tomamos una gota de la suspensión para depositarla en un porta.

Realizamos una extensión y dejamos secar al aire .
Lectura de resultados

Con una gota de aceite de inmersión observamos la extensión con el objetivo de 100 x.




 









Los resultados obtenidos no eran buenos ya que el microscopio no esta bien, por lo que no podemos distinguir nada.

Interpretación de los resultados.

Los hematíes debían haberse teñido de un verde amarillento y se distinguirían de los hematíes, por que en su interior se verían como unos hilos finos de color azul.

HOJA DE TRABAJO

1º.  ¿Qué son los reticulocitos?
Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas), Mitocondrias y otros órganos celulares.

2º.  ¿Qué tipo de tinción estamos utilizando?.
Un colorante vital, azul de cresil brillante.

3º.  ¿Por qué hacemos la correción del porcentaje de reticulocitos?.
El indice corregido se hace para determinar si es una anemia o una leucemia.

4º.  ¿Qué nos expresa el IPR?.
Los días que tarda en madurar el reticulocito en sangre periférica.
Un IPR mayor de 3 nos indica una actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menor de 2 indica una escasa actividad eritropoyética.


domingo, 7 de diciembre de 2014

DETERMINACIÓN DEL VALOR DEL HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

DETERMINACIÓN DEL VALOR DEL HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

INTRODUCCIÓN

Cuando se centrifuga la sangre, la fracción forme, que contiene los hematíes, se agrupan en el fondo del tubo y el plasma queda de forma de sobrenadante.

El vakir hematocrito, o simplemente hematocrito (HTO o HTC o HCT) es la relación existente entre el volumen ocupado por los hematíes y el ocupado por la sangre total, exp`resada en forma de porcentaje.

Este valor no es exactamente igual en todas las zonas vasculares del organismo. Así pues, el HCT obtenido con sangre capilar es algo superior al logrado a partir de sangre venosa.

METODICA

Fundamento

El HCT puede determinarse por métodos manuales o por métodos automáticos.

Los métodos manuales consisten en la centrifugación de la sangre, aplicándola una fuerza de 2000 a 5000 g (macrométodo) o de 12000 a 15000 g (micrométodo).

Los método automáticos pueden basarse en 2 principios:

  • El cálculo matemático del HCT a partir de los valores RBC y de volumen copurcular medio, obtenidos electrónicamente con anterioridad.
  • El análisis de la sombra que produce la población eritrocitaria, al reflejarse en un campo oscuro.

Con los métodos manuales también se cuentan, junto con el volumen de los hematíes, el de los leucocitos, el de las plaquetas y el del plasma que queda atrapado entre los hematíes. Por ello, el valor de HCT conseguido con métodos automáticos es más exacto y suele ser 1 o 2 unidades más bajo que el logrado por métodos manuales.

Material necesario:

  • Tubos capilares de vidrio 7 a 7,5 cm de longitud y 1 mm de diámetro interno. No están graduados y son desechables.
Si la muestra es sangre capilar, éstos han de estar heparinizados interiormente; mientras que si la muestra es sangre venosa y ha sido adecuadamente anticoagulada, pueden no estar heparinizados. Los heparinizados tienen una franja roja en uno de sus extremos.

  • Plastilina.
  • Algodón o gasas.
  • Una centrífuga de microhematocrito. Ëstta consta de una especie de plato horizontal con unos surcos para colocar los capilares, y permite apligar una fuerza centrífuga de 12000 a 15000g durante un tiempo controlado automáticamente.
  • Una regla milimetrada o un lector de microhematocrito.
Reactivos

  • EDTA  tripotásico dispuesto en tubos.
Muestra


  • Sangre capilar o venosa. Esta última debe ser recogida en tubos con EDTA tripotásico.
Si se utiliza sangre capilar, se ha de desechar la primera gota obtenida tras la punción. Si se emplea sangre venosa, se deberá homogeneizar perfectamente antes de su uso.


Técnica
  1. La determinación ha de hacerse por duplicado.
  2. Llenar cada tubo capilar con sangre, hasta las 3/4 partes de su longitud. El llenado se efectúa por capilaridad y se realiza poniendo en contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre de sangre, o introducciéndolo en el tubo de sangre e inclinando éste, posteriormente, para facilitar el proceso.
  3. Limpiar el exterior de cada tuvo con un trozo de algodón o con una gasa.
  4. Sellar el extremo de cada tubo por el que ha entrado la sangre con plastilina. Para ello, se hace penetrar el tubo en la plastilina, o incluso se atraviesa ésta con aquél.
  5. Colocar, debidamente equilibrados, los tubos en la centrífuga. En ella los tubos se sitúan con su extremo tapado hacia fuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos.
  6. Centrifugar los tubos a unas 12000 g durante 5 minutos.
Lectura de resultados

Puede realizarse de 2 maneras:


  • Midiendo las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando, segidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres.


  • Mediante un lector de microhematocrito.


Entre los valores obtenidos con los dos tubos no debe haber una diferencia superior al 2% del mayor de ellos . Si esta diferencia es superior al 2% se repite la determinación, y si es inferior, se da como valor final del HCT a la media de ambos valores.


Si el valor final de HCT es superior a 50, se repite la determinación, pero alargando la centrifugación a 10 minutos.

INTERPRETACIÓN CLINICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS.

El valor normal del HCT  está comprendido entre el 42 y el 47% en las mujeres, y entre el 45 y el 52% en los varones.

Un valor bajo del HCT suele ser signo del padecimiento de una anemia. Sin embargo, hay falsos descensos del HCT ocasionados por hemodilución ( por ejemplo, el de la hidremía del embarazo).

Paradojicamente, el HCT suele ser normal en la fase más temprana de las hemorragias agudas, pues en éstas se pierden células y plasma en la misma proporción.

Un valor alto del HCT suele ser signo del padecimiento de una poliglobulina. Sin embargo, también hay engañosos ascensos del HCT producidos por hemoconcentración (por ejemplo, el de la deshidratación).

HOJA DE TRABAJO

     1.  ¿Qué significa la franja roja que tienen algunos capilares de microhematocrito?
 Que llevan EDTA tripotásico.
     2.  ¿A qué fuerza relativa de centrifugación (g) se centrifuga la sangre?
A 12000 g durante 5 minutos.
     3.  Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20 mm y la de la columna total es de 50 mm, ¿Cuál es el valor del hematocrito?.
El HCT seria del 40%.

     4.   Si con un capilar se obtiene un HCT de 45 y con el otro uno de 43, ¿Cómo debe de ser la forma de actuar ante estos resultados?.
Hay justo 2% se podria dar por bueno, o para afianzarse repetir la prueba.

Resultados obtenidos:

                                  E             T             HCT-RM             HCT-L
   
Primer tubo               19            46             41,30                   41,30

Segundo tubo            19            45             42,22                   42,22

T   = 46 mm
E   = 19 mm
T 2= 45 mm

Si T¬¬¬100%
    E¬¬¬HCT

            E x 100       19 x 100                                       19 x 100
HCT=¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬ =  41,30 %    HCT 2 = ¬¬¬¬¬¬¬ = 42,22%
                 T                46                                                 45
Medidas con un lector de microhematocrito
T= 46
E= 19
T 2=45
Si T¬¬¬100%
    E¬¬¬HCT

            E x 100       19 x 100                                       19 x 100
HCT=¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬ =  41,30 %    HCT 2 = ¬¬¬¬¬¬¬ = 42,22%
                 T                46                                                 45

Valor final en las dos mediciones:
                    HCT + HCT 2       41,30 + 42,22
HCT final = ¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬ = ¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬¬ = 41,76%
                             2                            2

  • 2% del valor mayor de HCT: no es menor.
  • Diferencia entre ambos valores de HCT:  0.92%.
  • ¿Son válidos los resultados obtenidos? Estarían por debajo del porcentaje para hombres que esta comprendido entre 45 y 52%.
  • En el caso positivo, ¿Cuál es el valor final de la determinación? Sería como valor final, la media de las dos medidas obtenidas con los dos capilares, que en este caso sería del 41,76%.
Valoración de los resultados.
  • ¿ha de prolongarse la centrifugación hasta 10 minutos?  No, ha sido suficiente.
  • El valor final de la determinación indica que el HCT es: Bajo.

domingo, 30 de noviembre de 2014

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO Práctica XI del libro

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO

Metódica

Exgtracto de la técnica Panóptico rápido de la casa QCA.

Fundamento

Este método de tinción diferencial es un sistema que aúna la policromía y la calidad que proporcionan los métodos clásicos (Giensa y Wright) con una gran rapidez de ejecución (15 segundos solamente).

Frente a las técnicas de tinción descritas anteriormente, donde el colorante se extendía sobre el frotis, ésta presenta la peculiaridad de ser un método de inmersión, donde el frotis se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

Material necesario
  • Cubetas de Werthein o similares.
  • Cestillo para portas.
  • Frasco lavador.
Reactivos
  • Solución nº 1: Solución alcholica de triarilmetano.
  • Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
  • Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.
  • Agua destilada.
Muestra

Frotis sanguíneo preparado recientemente y que se ha dejado secar al aire.

Técnica

  1. En tres cubetas de Wertheim o similares se disponen los colorantes solución nº 1, nº 2, nº 3.
  2. Colocamos los frotis en el cestillo para portas y lo sumergimos en la cubeta con la solución nº 1 durante 1 segundo. Repetimos la inmersión cuatro veces más ( en total 5 segundos). Dejamos escurrir.
  3. Sumergimos a continuación otras cinco vece, cada una de 1 segundo de duración, en la cubeta con la solución nº 2. Dejamos escurrir.
  4. Finalmente, sumergimos otras cinco veces de 1 segundo cada una en la cubeta con la solución nº 3. Lavamos con agua destilada y dejamos secar.
Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión sobre el frotis y observamos con el objetivo de 100 x.

Las coloraciones obtenidas en las células sanguíneas son similares a las de la tinción de Wright y Giemsa. Sin embargo, podemos variar la intensidad de la tineción modificando el numero de inmersiones en los colorantes nº 2 y nº 3, según se desee destacar las tonalidades rosas o las azules.


*Notas sobre el método:
  • Las cubetas con las soluciones colorantes, especialmente la del nº 1, deberán guardarse siempre bien tapadas, con el fin de evitar una evaporación excesiva que podría inducir a desviaciones de color respecto a las tinciones habituales.
  • Antes de agotar el contenido de una cubeta, debemos ir adicionando una nueva cantidad de solución colorante para mantener, día a día, un nivel apropiado del mismo. De vez en cuando se debe renovar todo el contenido de la cubeta.
  • En aquellos laboratorios con pequeño número de fórmulas hemáticas, las cubetas de Wertheim pueden ser sustituidas ventajosamente por pequeños frascos de cristal con tapón a rosca.

HOJA DE TRABAJO

1º ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas?
En la gran rapidez de ejecución (15 segundos).

2º ¿Cuantos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones?
Debe sumergirse 5 veces en cada solución, cada una de ellas 1 segundo ( en total 5 segundos).

3º ¿Cuál cree que es la sólución fijadora?
La solución nº 1, ya que la 2 y la 3 varían el color según las veces que se sumerja el frotis.

TINCIÓN DE WRIGHT Práctica X del libro

TINCIÓN DE WRIGHT

METÓDICA

Extracto de las técnicas de tinción hematológica de la casa Panreac.

Fundamento

El colorante utilizado es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno (DEL 50 AL 75%) y azur B (del 10 al 25%) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Dada la presencia de metanol en la composición del colorante, no es necesario un paso previo de fijación antes de la coloración.


Solo si se van a guardar las extensiones sin teñir de un día para otro procederemos a su fijación para evitar el deterioro del frotis.

Material necesario
  • Microscópio óptico.
  • Cristalizador.
  • Puentes de tinción.
  • Pipetas Pasteur con chupete.
  • Frasco lavador.
  • Guantes. 
  • Tubos de ensayo.

Reactivos
  • Solución de eosina-azul de merileno según Wright.
  • Solución tampón pH 7,2.
  • Aceite de inmersión.
Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. Los anticoagulantes más adecuados son la heparina y el EDTA.

Técnica
  1. Realizar un frotis sanguíneo muy fino.Dejar secar al aire.
  2. Sobre la extensión colocada horizontalmente en el puednte de tinción verter 1 ml de eosina-azul de metileno. Dejamos actuar 1 minuto y lavamos con solución tampón  pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.
  3. Inmediatamente antes de su empleo y en un tubvo de ensayo, diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2 . Meclamos bien y cubrimos con esta dilución la extensión. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo. Volvemos a lavar con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.
Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo de 100 x.


Las células se observan coloreadas de la misma manera que con la tinción de Giemsa.

HOJA DE TRABAJO

1º. ¿Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?
Solución de eosina-azul de metileno según Wright.

2º. ¿Que sustancia utilizamos como fijador?
Solución tampón pH 7,2.

3º. ¿Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido?
Durante 3-5 minutos.


TINCIÓN DE GIEMSA Práctica IX del libro

TINCIÓN DE GIEMSA


Introdución

Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y sus productos de oxidación (azur A, azur B, azur C) como colorantes básicos, combinandolos con la eosina como colorante ácido.

De este modo, obtenemos una tinción diferencial, es decir, una tinción que es capaz de discriminar entre las distintas estricturas celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, con el básico o con la mezcla de ambos.

Según la proporción de azul de metileno y de eosina que compongan el colorante tendremos distintos métodos de tinción. Entre ellos, los más conocidos son el método de Giemsa, el de Wright, el de Leishman y el d panóptico de Pappenheim.

Metódica
Es un extracto de las técnicas de tinción hematológicas de la casa Panreac.

Fundamento

Utilizamos como colorante la mezcla de azul de merileno y eosina propuesta por Giemsa.

Material necesario:

  • Microscopio óptico.
  • Portas bien límpios.
  • Cristalizador.
  • Pùentes de tinción.
  • Pipetas pasteur con chupete.
  • Frascos lavadores.
  • Tubos de ensayo.
Reactivos

  • Colorante en solución según Giemsa de Panreac.
  • Solución tampón pH de Panreac.
  • Metanol.
  • Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. El anticoagulante de elección es la heparina o el EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas.

Técnica


  1. Preparamos un frotis sanguíneo.
  2. Colocamos el frotis sobre el puente de tinción, en el cristalizador y en posición horizontal.
  3. Cubrimos el frotis con  metanol durante 3 minutos. Escurrimos y lo dejamios secar al aire. Con esto procedemos a fijar el frotis.
  4. Diluimos en un tubo de ensayo 0,2 ml de azur-eosina-azul de merileno según Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7,2. Es importante realizar esta dilución en el momento de la tinción, ya que el colorante precipita y no es válido para otro día.
  5. Mezclamos suavemente en el tubo y con una pipeta Pasteur cubrimos el frotis con la dilución de colorante, dejándolo actuar durante 25 minutos.
  6. Escurrimos y lavamos con agua del grifo. Posteriormente lavamos con tampón pH 7,2 has eliminar los restos del colorante. Dejamos escurrir y secamos en posición vertical.


Lectura de resultados

UNa vez seca la tinción, echamos una gota de aceite de inmersión y examinamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x.

Los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

Los neutrófilos presentan el núcleo de color azul violeta, el citoplasma rosa y la granulación de un color violeta rojizo.

Los eosinófilos se observan con el núcleo azul violeta, el citoplasma azul y los grñanulos de color rojo anaranjado.

Los basófilos presentan un núcleo de color púrpura y granulación de color azul oscuro.

Los monocitos y linfocitos se observan con un núcleo color violeta y el citoplasma azul, un poco más claro en el monocito.


HOJA DE TRABAJO

1º ¿Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta técnica?
Es la heparina o el EDTA.

2º ¿Con qué reactivo fijamos el frotis?
Con metanol durante 3 minutos.

3º ¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?
Durante 25 minutos.